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間接免疫熒光法-檢測細胞內抗原點擊次數：4605 更新時間：2012-01-12
間接免疫熒光法-檢測細胞內抗原
細胞內抗原的檢測過程與細胞表面抗原檢測過程基本一致，只是在與一抗孵育前，需要預先對細胞用非離子去污劑進行透化處理。www.biomart.cn/runwell/index.htm
1. 取已固定好的細胞爬片或甩片或經過預處理的組織切片（石蠟或冰凍切片）；
2. 用含0.2%TritonX-100或NP-40的PBS溶液透化固定后的細胞2min（室溫），有些標本可能需要長達15min，時間視抗原而定；
3. 余下步驟接上述“細胞表面抗原的檢測-間接免疫熒光法”步驟（2）；
注意事項
1. 在使用前，一抗二抗均應測試其合適的稀釋度。
2. 多聚甲醛的固定是不穩(wěn)定的，標本經多聚甲醛固定后，應再用去污劑處理，如果標本在水溶液中浸泡的時間過長，則會使交聯(lián)結構解體。因此，應避免固定后的標本在水溶液中浸泡的時間過長。
3. 信號微弱的解決方法：
① 提高一抗和二抗的濃度以增強敏感性 ，這必須測試各種濃度抗體的滴度；
② 延長一抗和二抗的孵育時間。由于細胞染色時抗原吸附在固相載體上，抗原抗體結合時間較在溶液中長。孵育時間可因實驗設計作適當調整，但少于20min抗體和抗原幾乎不能有效結合。在以上兩點中，應摸索出一個*條件以產生有效信號且保持良好的背景。這就需要反復試驗，因為每組抗體和抗原的情況會有所不同；
③ 改變檢測方法，用共聚焦顯微鏡觀察，可提高敏感性。
4. 背景不好的解決方法
細胞樣本進行熒光染色時，背景問題主要來自兩個方面，即非特異性染色和特異性交叉反應。
① 非特異性吸附：非特異性吸附背景問題的產生與抗原抗體的特異性結合無關。即一抗或二抗與樣品相互作用而發(fā)生吸附，而不是與抗原發(fā)生特異性結合。
*將所有抗體溶液或含蛋白的檢測試劑用100，000′g離心30min以去除蛋白聚合物。
*滴定一抗和所用的檢測試劑，以確定能夠產生合適信號的zui低濃度。
*固定后，用飽和量并不被檢測試劑結合的非特異性抗體封閉樣品，有效的封閉液包括5%的與標記二抗來源相同的同種血清、3%的BSA和3%的脫脂奶粉。
*用上述封閉液稀釋抗體和檢測試劑。
*固定后，在所有的緩沖液及洗滌液中加入2%吐溫-20。
*縮短一抗或標記試劑的孵育時間。
*充分洗滌（延長洗滌時間，重復次數）。
*改變檢測方法。
② 特異性背景：造成特異性背景問題的原因有三種因素，即污染抗體所致假陽性、交叉反應和樣品中含有能與Ig結合的蛋白質。
*如用多克隆抗體，應滴定抗體（假陽性）。
*如用多克隆抗體，親和純化特異性抗體（假陽性）。
*如用多克隆抗體，用適當的丙酮肝臟粉吸收以阻抑假陽性。
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